REPORT – COVID-19: è possibile la trasmissione per puntura di insetto ?

Ho scritto questo articolo cercando di analizzare il problema del contagio COVID-19 e le sue potenziali evoluzioni / mutazioni in relazione a un vettore comune a molte malattie: gli insetti.

Ricerche specializzate nel campo della diffusione epidemiologica hanno da decenni messo in evidenza la capacità delle zanzare ed affini a funzionare come strumento di propagazione capillare per virus e batteri.
Sebbene espresso molto tecnicamente, ho cercato di rappresentare questa realtà da diverse angolazioni.
Vi sono anche prove evidenti di “evoluzioni” nelle famiglie virali del famoso coronavirus, che può preannunciare epidemie di scala ancora più devastante se non prese sul serio.

Cominciamo col capire che puntare il dito su una domanda il “COVID-19 è trasmesso dalle zanzare ? ” …..è molto riduttivo!
Dobbiamo chiederci … le zanzare possono trasmettere questa classe di virus? ci sono evoluzioni? come possiamo affrontare il problema? Da dove possiamo iniziare?

Iniziamo

Coronaviridae , insieme ad  Arteriviridae  e  Roniviridae , appartengono all’ordine Nidovirales.

I virus appartenenti a queste famiglie sono grandi virus RNA a filamento positivo e sono noti per infettare mammiferi, uccelli, pesci e artropodi [1].

L’ingresso in una cellula ospite è di solito mediato da un’interazione tra la glicoproteina a picco virale e un recettore cellulare [2]. Dopo l’ingresso, il virus si disassembla e si forma una replicazione / trascrizione di vescicole a doppia membrana ([3] e riferimenti all’interno).

Il nuovo RNA subgenomico è prodotto da un meccanismo noto come trascrizione discontinua [4].

La replicazione del coronavirus richiede la produzione di RNA a filamento negativo da cui viene prodotto l’RNA a filamento positivo. Le proteine ​​virali sono prodotte dagli RNA subgenomici a filamento positivo e dall’RNA a lunghezza intera a filamento positivo.

I due più grandi frame di lettura aperti, ORF1a e ORF1a / b, sono tradotti dall’RNA a lunghezza intera. Questi frame di lettura aperti (ORF) codificano le polipoteine ​​pp1a e pp1ab che sono divise da proteasi auto-codificate.

Le proteine ​​codificate in ORF1a e ORF1a / b funzionano come replicasi, producendo RNA subgenomici e nuove copie dell’RNA genomico [5]. La produzione della polipoteina pp1ab richiede che il ribosoma traslatore cambi il frame di lettura al segnale di spostamento dei frame che collega ORF1a e ORF1a / b.

Come la maggior parte dei segnali virali di frame-shift, il frame-shifting al segnale coronavirus porta all’espressione di una RNA polimerasi RNA-dipendente (RdRP), una proteina essenziale per la replicazione virale (per la revisione, vedi [ 6 ]).

Le proteine ​​a monte del segnale del frame shift includono le proteasi previste e altre proteine ​​non caratterizzate [5]. Abbiamo precedentemente suggerito che il rapporto tra le proteine ​​pp1a e pp1ab potrebbe influenzare la regolazione e la produzione di RNA genomico e subgenomico [7].

Il segnale frame-shift del coronavirus SARS ha una “sequenza scivolosa” di sette nucleotidi e uno pseudoknot stimolatore separato da una regione spaziale.

Durante lo spostamento del telaio ribosomiale -1 programmato (-1PRF), i tRNA posizionati sul sito scivoloso si staccano dall’mRNA e si riconnettono nel nuovo frame di lettura.

Il secondo stelo dello pseudoknot stimolatore è formato dall’accoppiamento base sequenza 3 ‘distale con residui nella regione del loop del primo loop del gambo.

A differenza di altri pseudoknot che stimolano il frame shift, lo pseudoknot SARS contiene un ulteriore loop interno dello stelo [8,9,10]. La funzione di questa struttura, chiamata radice 3, non è nota.

Abbiamo dimostrato che le alterazioni del segnale frame-shift del coronavirus SARS influiscono sull’efficienza del frame-shift [9,11].

La riduzione dell’efficienza del frame-shift dovrebbe comportare una riduzione dell’espressione delle proteine ​​del frame-shift, incluso il RdRP. Alcune mutazioni che hanno ridotto il frame-shifting sono state associate a una riduzione di diverse volte della quantità di RNA genomico [7].

L’ordine Nidovirales

L’ordine Nidovirales [21] include l’RNA a filamento singolo (ssRNA?) A senso positivo – virus di tre famiglie: Arteriviridae [22] (genomi 12,7-15,7 kb; ” nidovirus di piccole dimensioni ”), Coronaviridae [23] e Roniviridae [24] (26,3–31,7 kb; le ultime due famiglie sono denominate congiuntamente “nidovirus di grandi dimensioni”) [5].

Sono conosciuti tutti gli altri ssRNA ? i virus che hanno dimensioni del genoma inferiori a 20 kb. 

Recentemente, due virus strettamente correlati, il virus Cavally (CAVV) e il virus Nam Dinh (NDiV), sono stati scoperti da due gruppi indipendenti di ricercatori in Costa d’Avorio nel 2004 e in Vietnam nel 2002, rispettivamente [26, 27].

Il CAVV è stato isolato da varie specie di zanzare appartenenti ai generi Culex, Aedes,
Anopheles e Uranotaenia [27].

È stato trovato più frequentemente nelle specie Culex, in particolare Culex nebulosus. Ad eccezione di Culex quinquefasciatus, che circola in tutto il mondo, le altre specie di zanzare sono endemiche in Africa.

NDiV è stato isolato da Culex vishnui, che è endemico in Asia, e Culex tritaeniorhynchus, che circola in Asia e in Africa [6], e ci sono indicazioni che potrebbe infettare più specie di zanzare (Nga, dati non pubblicati).

L’analisi dei modelli di abbondanza di 39 isolati CAVV in diversi tipi di habitat lungo un gradiente di disturbo antropogenico ha indicato un aumento della prevalenza del virus dai tipi di habitat naturali a quelli modificati [28].

Una prevalenza significativamente più elevata è stata riscontrata soprattutto negli insediamenti umani. L’analisi della diversità del virus specifico per l’habitat e la ricostruzione dello stato ancestrale hanno dimostrato un’origine di CavVin una foresta pluviale incontaminata con successiva diffusione nell’agricoltura e negli insediamenti umani [27].

In particolare, è stato dimostrato per la prima volta che la diversità del virus è diminuita e la prevalenza è aumentata durante il processo di emergenza da un habitat incontaminato della foresta pluviale nelle aree circostanti con minore biodiversità dell’ospite a causa di modifiche antropogeniche [27].

Entrambi i virus sono stati propagati nelle cellule di Aedes albopictus e caratterizzati mediante tecniche diverse. Numerose proprietà comuni collocano CAVV e NDiV nell’ordine Nidovirales.

Queste proprietà includono (i) l’organizzazione del genoma con più frame di lettura aperti (ORF), (ii) i proteomi previsti (Fig. 1), (iii) la produzione di virioni avvolti, sferici e (iv) la sintesi del genoma- RNA virali di lunghezza e sottogenere nelle cellule infette [6, 7].

In particolare, i due virus sono stati trovati per codificare marcatori molecolari chiave caratteristici di tutti i nidovirus: una proteasi principale simile a 3C (3CLpro, noto anche come Mpro) affiancata da due domini transmembrane (tM) codificati nella replicasi ORF1a, nonché un RNA- RNA polimerasi dipendente (RdRp) e una combinazione di un modulo di legame Zn (Zm) fuso con una superfamiglia 1 elicasi (HEL1) codificata in ORF1b.

Come in altri genomi del nidovirus, gli ORF 1a e 1b si sono trovati sovrapposti da alcuni nucleotidi sia in CAVV che in NDiV. La regione di sovrapposizione ORF1a / 1b include un sito putativo-ribosomiale di tipo frame-shift (RFS) che dovrebbe dirigere la traduzione di ORF1b da una frazione dei ribosomi che iniziano la traduzione al codone di iniziazione ORF1a.

Pertanto, un frame-shift appena a monte del codone di terminazione ORF1a media la produzione di una polipoteina estesa C-terminalmente codificata congiuntamente da ORF1a e ORF1b. Combinati, questi marker formano la caratteristica costellazione del nidovirus: tM-3CLpro-tM_RFS_RdRp_Zm- HEL1 (Fig. 1) [21, 25].

Allo stesso modo, le proteine ​​virion sono codificate in ORF che si trovano a valle di ORF1b ed espresse da una serie di mRNA subgenomici. Non sono state trovate somiglianze tra le proteine ​​strutturali (putative) di CAVV e NDiV e quelle di altri nidovirus [26, 27].

La caratteristica molecolare più distintiva di CAVV e NDiV, tuttavia, è la dimensione del genoma * 20 kb, che è intermedia tra le gamme di dimensioni dei genomi di nidovirus di piccole e grandi dimensioni. Di conseguenza, ciascuno dei due virus è stato proposto di prototipare una nuova famiglia di nidovirus [26, 27].

In questo studio, abbiamo confrontato i genomi di CAVV (numero di accesso GenBank HM746600) e NDiV (numero di accesso GenBank DQ458789) per valutare la loro relazione e utilizzare questa intuizione per la classificazione tassonomica di questi virus.

Fino ad oggi, sono disponibili solo informazioni biologiche molto limitate per CAVV e NDiV (vedi sopra), e in generale, le proprietà biologiche possono essere influenzate in modo sostanziale da alcuni cambiamenti nel genoma.

Alla luce di queste considerazioni e in linea con l’approccio tassonomico accettato ai virus della famiglia Coronaviridae [23], l’analisi comparativa delle sequenze è stata considerata la base più affidabile per la classificazione.

La somiglianza complessiva tra i genomi CAVV e NDiV è risultata sorprendentemente elevata: dimensioni quasi identiche (rispettivamente 20.187 e 20.192 nt), conservazione degli ORF con identità di sequenza compresa tra l’87,8 e il 96,1% a livello di aminoacidi e dall’88,3 al 93,7 % a livello dei nucleotidi (Tabella 1).

Data questa elevata somiglianza, precedenti assegnazioni di domini e segnali genetici sono stati sottoposti a controlli incrociati per produrre una descrizione unificata.

C’era un completo accordo tra i due studi [26, 27] sulla mappatura di tutti i domini conservati a livello di nidovirus in CAVV e NDiV, nonché sull’identificazione di GGAUUUU come plausibile sequenza scivolosa nella RFS (vedi sopra).

Inoltre, la nostra analisi ha mostrato che l’assegnazione basata su NDiV [6] di 30 a 50 exoribonucleasi (ExoN) e 20-O-metiltransferasi (OMT), due domini replicativi caratteristici per nidovirus di grandi dimensioni [25] e N7- la metiltransferasi (NMT) [29] in ORF1b si estende a CAVV. Allo stesso modo, al CAVV può mancare un’endonucleasi specifica dell’uridilato (NendoU), come è stato precedentemente osservato per NDiV [26].

La sintesi di RNA subgenomici da cui si prevede che siano espressi ORF da 2a a 4 sembra essere controllata da sequenze di regolazione della trascrizione (TRS) [30–32] identificate a monte di ORF2a / 2b, ORF3a e ORF4 (designate collettivamente come TRS corporee) .

Altri TRS putativi sono stati identificati a valle della regione leader situata all’estremità 50 del genoma virale [26, 27].

Unico tra i nidovirus, NDiV e CAVV possono utilizzare TRS leader diversi durante la sintesi di diversi RNA subgenomici, sebbene siano necessarie ulteriori analisi per chiarire la base di alcune discrepanze tra l’assegnazione TRS in NDiV e CAVV.

Inoltre, resta da dimostrare perché l’alta sequenza di conservazione delle proteine ​​virioniche dei due virus (Tabella 1) non si sia manifestata nella morfologia osservata dall’analisi EM delle particelle virali [26, 27]. 

A questo proposito, può essere rilevante che Zirkel et al. [27] hanno notato due tipi di particelle nelle cellule infette da CAVV, una delle quali portava proiezioni superficiali a forma di club compatibili con glicoproteine ​​virali.

Quest’ultimo tipo di particelle è stato anche osservato nel surnatante di colture cellulari infette. In definitiva, l’origine delle particelle di entrambi i tipi e la loro relazione con le particelle isolate dal mezzo di cellule C6 / 36 infette da NDiV da Nga et al. [26] dovrebbe essere rivelato dai futuri sforzi di ricerca.

Inoltre, abbiamo valutato la posizione filogenetica di CAVV e NDiV rispetto ad altri nidovirus. Abbiamo condotto un’analisi filogenetica come descritto nel rif. [26]. 

Lo studio indica che CAVV e NDiV sono costantemente, sebbene molto lontani, raggruppati con virus della famiglia Roniviridae, gli unici altri nidovirus noti che infettano gli invertebrati (Fig. 2).

Quantitativamente, questa filogenesi di probabilità posteriore bayesiana illustra che CAVV e NDiV formano una discendenza profondamente radicata nell’albero del nidovirus con una divergenza evolutiva da altri nidovirus paragonabile a quella dei virus differenzianti delle famiglie Coronaviridae e Roniviri- dae (Fig. 2).

Insieme, queste caratteristiche di CAVV e NDiV (ospite dell’insetto, dimensioni intermedie del genoma, lignaggio filogenetico profondamente radicato) forniscono una base convincente per la creazione di una nuova famiglia di nidovirus.

Proponiamo di nominare questa nuova famiglia Mesoniviridae, dove meso deriva dalla parola greca ” mesos ” (in inglese ” medio ” o ” nel mezzo ”) e fa riferimento a una caratteristica distintiva chiave di questi virus, vale a dire i loro genomi di dimensioni intermedie.

Il secondo componente dell’acronimo, ni, si riferisce ai nidovirus, come è stato fatto precedentemente per ronivirus [33] e bafini-virus [34].

Successivamente, abbiamo cercato di stabilire criteri di demarcazione delle specie per decidere se CAVV e NDiV prototipano specie separate o appartengano a una singola specie. 

Comunemente, a questa domanda non è possibile rispondere (in modo affidabile) sulla base di solo due sequenze complete del genoma e dati biologici altrimenti molto limitati.

Per risolvere questo dilemma, abbiamo sfruttato le informazioni disponibili per altri nidovirus nella nostra analisi. Al fine di valutare la somiglianza genetica tra CAVV e NDiV nel contesto della divergenza di sequenza dei lignaggi che rappresentano specie nidovirus precedentemente stabilite, abbiamo applicato un quadro all’avanguardia per una classificazione basata sulla genetica [35].

Questo approccio di classificazione recentemente introdotto ha dimostrato di recuperare e perfezionare la tassonomia dei picornavirus [36], ed è stato anche usato per rivedere ampiamente la tassonomia dei coronavirus (Lauber e Gorbalenya, in preparazione) [23].

Oltre a CAVV e NDiV, è stata inclusa nell’analisi una serie rappresentativa di 152 nidovirus di grandi dimensioni. Sono stati utilizzati due set di proteine: il primo incluso proteine ​​conservate in tutti i nidovirus (3CLpro, RdRp, HEL1) (set di dati D1), mentre il secondo set includeva inoltre ExoN e OMT, che sono conservati in nidovirus di grandi dimensioni e CAVV / NDiV ( set di dati D2).

Per entrambi i set di dati è stato prodotto un allineamento di amminoacidi multipli concatenato, che ha costituito la base per la compilazione di distanze evolutive a coppie (PED) tra tutte le coppie di virus (Fig. 3ab; per i dettagli vedere rif. [35]).

È stato scoperto che il PED che separa CAVV e NDiV rientra nell’intervallo della divergenza del virus all’interno della specie nelle famiglie Coronaviridae e Roniviridae per entrambi i set di dati (Fig. 3cd). In particolare, CAVV e NDiV mostrano una distanza (0,016 e 0,029 per D1 e D2, rispettivamente) che è inferiore alla divergenza genetica dei membri di diverse specie di nidovirus stabilite (massimo 0,032 e 0,37 per D1 e D2, rispettivamente).

Per entrambi i set di dati, questi virus includono virus associato alla branchia e virus della testa gialla (specie virus associato alla branchia, famiglia Roniviridae) [24] e coronavirus felino coronavirus, virus della gastroenterite trasmissibile e coronavirus respiratorio suino (specie Alphacoronavirus 1), IBV ( specie di coronavirus aviario), virus dell’epatite murina (specie muron coronavirus) e

Rousettus bat coronavirus HKU9 (specie Rousettus bat coronavirus HKU9) [23]. Per il set di dati comprendente le tre proteine ​​conservate a livello di nidovirus (Fig. 3ac), Mini-opterus bat coronavirus 1 ha anche mostrato una divergenza genetica massima superiore a quella della coppia CAVV-NDiV.

Insieme, queste osservazioni mostrano che CAVV e NDiV appartengono alla stessa specie, rappresentando un unico genere nella famiglia. Proponiamo di nominare questo genere Alphamesoni-virus e la specie Alphamesonivirus 1, in seguito a una convenzione di denominazione recentemente applicata alla sottofamiglia Coronavirinae [23], che dovrebbe facilitare la sistemazione delle future espansioni della famiglia.

Una proposta tassonomica per il riconoscimento di famiglie, generi e specie è disponibile online sul sito web dell’ICTV (http://talk.ictvonline.org/files/proposals/taxonomy_proposals_ invertebrate1 / m / default.aspx) da agosto 2011. It è stato approvato dai presidenti dei gruppi di studio ICTV Arteriviridae, Coronaviridae e Roniviridae e dal Comitato esecutivo dell’ICTV e sarà nuovamente preso in considerazione al prossimo incontro EC-ICTV, che si terrà a Lovanio, in Belgio, nel luglio 2012.

Il riconoscimento di CAVV e NDiV come singola specie virale può essere contrastato con il rilevamento di questi virus in molte specie ospiti di zanzare e la loro diffusione in diversi continenti (Africa e Asia, rispettivamente) [26, 27].

I meccanismi sottostanti di questa ampia dispersione sono sconosciuti ma potrebbero includere l’attraversamento della barriera delle specie ospiti piuttosto che la cospeciazione ospite-virus. 

Sono necessarie ulteriori ricerche, tra cui la caratterizzazione delle proprietà biologiche di CAVV e NDiV e l’estensione degli studi di sorveglianza ad altre regioni del mondo, per comprendere l’ecologia, il tropismo ospite e la rilevanza medica e / o economica dei mesonivirus.

Zoonosi

La zoonosi (zoo-e-no-sis) è una malattia infettiva che può essere trasmessa dagli animali (selvatici e domestici) agli umani o dagli umani agli animali.

La parola zoonosi deriva dal greco, zoon (animale) (pronunciato come zoo-on) e nosos (malattia). Delle 1415 malattie microbiche che colpiscono l’uomo, il 61% è zoonotico (Taylor et al., 2001) e tra le malattie infettive emergenti, il 75% è zoonotico e la fauna selvatica è una delle principali fonti di infezione (Daszak et al., 2001).

Un nuovo virus sta emergendo quasi ogni anno dagli ultimi due decenni (Woolhouse e Sequeria, 2005).

Dei 534 virus zoonotici (appartenenti a 8 famiglie) identificati 120 causano malattie umane con o senza il coinvolgimento di ospiti / vettori intermedi. Negli ultimi 15 anni, molte infezioni virali zoonotiche sono di natura emergente e riemergente (Wilke and Hass, 1999) e febbre emorragica che causa virus trasmessi da vettori di insetti (arbovirus, cioè virus della febbre gialla) (Khan et al., 1988 ), roditori, cioè virus Hanta (Peters e Khan, 2002) e anche per contatto diretto, Filovirus (Payling, 1996).

Pertanto, rappresentano una grande sfida per i professionisti della sanità pubblica e veterinaria. È essenziale indagare le complesse interazioni tra agenti patogeni, ospite, vettori e ambiente per ridurre queste infezioni.

Questa recensione si concentra sulla descrizione delle importanti infezioni virali zoonotiche con in particolare le malattie recentemente emergenti e riemergenti e le loro cause, trasmissione, manifestazioni cliniche, distribuzione e misure preventive, al fine di migliorare le conoscenze sulle zoonosi.

Trasmissione

I virus zoonotici vengono trasmessi all’uomo direttamente o indirettamente.

La trasmissione diretta comporta il contatto tra l’individuo infetto e sensibile (orf), il morso (rabbia) e la manipolazione dei tessuti o dei materiali dell’animale interessato (Orf).

La trasmissione indiretta comporta la trasmissione attraverso il morso di un artropodo ematofalico (succhiatore di sangue) dopo la replicazione nell’ospite animale del serbatoio (encefalite giapponese, febbre gialla).

La maggior parte delle zoonosi virali richiedono artropodi succhiatori di sangue per la loro trasmissione all’uomo. Tra questi, le zanzare (complesso di encefalite equina) sono le più comuni seguite da zecche (virus Powassan), mosche di sabbia (stomatite vescicolare) e moscerini (febbre catarrale degli ovini).

Il vettore di artropodi viene infettato quando nutre il sangue di un animale virale.

Nella maggior parte dei casi, il virus si replica nei tessuti degli artropodi e raggiunge le loro ghiandole salivari. L’artropodo quindi trasmette il virus a un nuovo ospite sensibile quando inietta un liquido salivare infettivo durante l’assunzione di un pasto di sangue.

Il periodo di incubazione estrinseco (tempo tra l’ingestione e la trasmissione del virus) è di solito da 8 a 12 giorni.

Questo periodo dipende dal virus, dall’ambiente e dalle specie vettoriali coinvolte (Hubalek e Halouzka, 1999). I virus trasmessi da artropodi rimangono generalmente inosservati fino a quando gli umani non invadono il fuoco enzootico naturale o fino a quando il virus non sfugge al ciclo primario attraverso un vettore secondario o un ospite vertebrato.

Gli uccelli selvatici sono importanti per la salute pubblica in quanto trasportano vari patogeni zoonotici e fungono da ospiti del serbatoio o aiutano a diffondere i vettori di artropodi infetti (Reed et al., 2003).

Inoltre, la migrazione degli uccelli fornisce un meccanismo per la creazione di nuovi focolai endemici di malattia a grandi distanze da dove è stata acquisita un’infezione (influenza aviaria).

C’è stato un cambiamento nel modello di trasmissione, in particolare nel verificarsi e nell’incidenza di malattie a causa dell’ampliamento della gamma degli ospiti (vaiolo delle scimmie e virus Nipah), alto tasso di mutazione (influenza aviaria, FMD) e cambiamenti ambientali antropogenici, cioè squilibrio ecologico e cambiamento nelle pratiche agricole (Wilke e Haas, 1999).

Ruolo della fauna selvatica nella zoonosi

Il significato della vita selvaggia come riserva animale per i virus zoonotici è stato rintracciato molto tempo fa con due importanti malattie antiche come la rabbia e il virus del Nilo occidentale e rappresentano un ampio spettro di modalità di trasmissione (Marr e Calisher, 2003).

Delle malattie emergenti totali, il 75% è considerato zoonotico con vita selvaggia come una delle principali fonti di riserva. Le recenti malattie virali emergenti che si sono trasferite in nuove specie come l’AIDS, la SARS e l’influenza aviaria hanno una forte evidenza dell’origine della vita selvaggia a causa dell’invasione umana e del cambiamento del commercio internazionale e dei modelli di viaggio.

Comunemente il modello di spostamento degli agenti virali dalle specie animali selvatiche all’uomo si verifica sia in quanto la trasmissione effettiva è rara ( HIV, influenza A, Ebola e SARS ), ma sarà mantenuta e ha il potenziale di trasmissione da uomo a uomo o la modalità diretta / indiretta attraverso l’animale vettori di morso e artropodi (rabbia, Nipah, virus del Nilo occidentale e hantavirus) (Bengis et al., 2004).

Molte zoonosi di origine faunistica si diffondono attraverso i vettori di insetti (febbre della Rift Valley, encefalite equina ed encefalite giapponese), mentre la rabbia per morso di animali e hantavirus a contatto con l’escrezione di roditori è comune.

Il risultato sotto forma di manifestazione clinica nell’uomo dipende dal modello di trasmissione dell’agente che causa la malattia. 

Il contatto diretto e il morso del vettore portano alla formazione di eruzioni cutanee e ulcere, mentre l’assunzione di carne / acqua contaminata porta a problemi all’apparato digerente e malattie trasmesse dall’inalazione di focolai infetti di polvere causano malattie simili alla polmonite (Kruse et al., 2004).

La vita selvaggia è sostanzialmente coinvolta nell’epidemiologia della malattia che è influenzata da altri fattori come il cambiamento delle condizioni agro-climatiche, l’abbondanza dell’ospite, il movimento di agenti patogeni / vettore / ospite animale compresi gli uccelli migratori e i fattori antropogenici.

Ad esempio, l’aumento della trasmissione e la successiva diffusione del Sin Nombre Hantavirus che causa la Sindrome polmonare da Hantavirus (HPS) agli esseri umani è dovuto all’aumento delle forti piogge e all’abbondanza di ospiti negli Stati Uniti.

L’aumento dell’emergenza di alcune malattie della vita selvaggia comporta un elevato potenziale di insorgenza di agenti patogeni umani come nel caso del virus del Nilo occidentale diffuso negli Stati Uniti. 

Una potenziale minaccia per la salute umana, il benessere degli animali e la conservazione delle specie dalla vita domestica e selvaggia è rappresentata allo stesso modo dall’emergere di agenti patogeni della vita umana e selvaggia.

Zoonosi emergenti e riemergenti

La complessa interazione tra ambiente / ecologia, sociale, assistenza sanitaria, demografia umana e comportamento influenza l’emergere e il riemergere delle malattie virali zoonotiche. La scoperta periodica di nuove zoonosi suggerisce che i virus conosciuti sono solo una frazione del numero totale esistente in natura.

I virus dell’RNA sono in grado di adattarsi rapidamente alle mutevoli condizioni ambientali e sono tra i patogeni emergenti più importanti (Ludwig et al., 2003).

Le mutazioni sono più comuni nei virus dell’RNA (influenza) rispetto ai virus del DNA (vaiolo).

Le mutazioni comuni sono punto (inserimento / cancellazione), deriva (minore) e spostamento (maggiore). Oltre a questi, i movimenti di popolazione, uccelli, vettori, agenti patogeni e commercio contribuiscono alla diffusione globale delle malattie infettive emergenti (influenza, sindrome respiratoria acuta grave – SARS).

Altri fattori, vale a dire la migrazione umana, il cambiamento nel modello di utilizzo del suolo, l’estrazione (disturbo dell’ecosistema), il degrado del suolo costiero, la modifica delle zone umide, la costruzione di edifici, la frammentazione dell’habitat, la deforestazione, l’espansione della gamma degli agenti ospiti, l’intervento umano nelle risorse della vita selvaggia come l’escursionismo, il campeggio e la caccia influiscono anche sull’acquisizione di infezioni zoonotiche dalla fauna selvatica (Daszak et al., 2001; Bengis et al., 2004; Patz et al., 2004).

La cessazione della vaccinazione contro il vaiolo dagli anni ’80, in tutto il mondo è stata segnalata la comparsa di alcuni ortopoxvirus geneticamente correlati, vale a dire varicella (Nalca et al., 2005), varicella (Singh et al., 2007) e infezioni da Bovine Vaccinia (BV) (Fernandes et al., 2009).

Nonostante il successo dell’eradicazione di alcune malattie virali (vaiolo e quasi polio nell’uomo e peste bovina nei bovini) a causa di un’intensa ricerca e di sforzi coordinati dedicati, la medicina moderna non è riuscita a controllare molte malattie infettive derivanti da virus emergenti e riemergenti (Tabella 4).

Alcuni agenti infettivi già noti per essere patogeni hanno acquisito un’importanza crescente negli ultimi decenni a causa del cambiamento nei modelli di malattia. Sono stati identificati anche diversi agenti infettivi precedentemente sconosciuti con un alto potenziale patogeno (Manojkumar e Mrudula, 2006). Diversi agenti virali infettivi (famiglie virali di DNA e RNA) sono emersi come agenti zoonotici (Tabella 4).

Sono associati a segni simil-influenzali (infezione da virus Alkhumra, influenza A) a livello respiratorio (SARS), lesioni da vaiolo localizzate principalmente localizzate su parti glabre del corpo, ovvero mammella, capezzoli, orecchie e coda (in bufali) e dita e mani (in esseri umani) a causa di infezioni da bufalix e virus Orf nelle capre colpite, epatite (virus dell’epatite E), febbri emorragiche (infezioni da virus Ebola, Marburg e hanta) ed encefalite (complesso del virus Henipa).

Il trattamento / profilassi non è disponibile per molte di queste infezioni.

Ma alcuni dei composti antivirali, che sono in fase di sperimentazione, sono risultati efficaci.

Tabella 3: Infezioni zoonotiche virali che causano eruzioni cutanee e artralgia

Tabella 4: infezioni zoonotiche emergenti e riemergenti

---

RIFERIMENTI E FONTI

• Anonymous, 1993. Inactivated Japanese encephalitis virus vaccine. recommendations of the advisory committee on immunization practices (ACIP). MMWR Recomm. Rep., 42: 1-15.
• Anonymous, 1999. Human rabies prevention-United States recommendations of the advisory committee on immunization practices (ACIP). MMWR Recomm. Rep., 48: 1-21.
• Areechokchai, D., C. Jiraphongsa, Y. Laosiritaworn, W. Hanshaoworakul and M.O. Reilly, Centers for Disease Control and Prevention (CDC), 2006. Investigation of avian influenza (H5N1) outbreak in humans-Thailand, 2004. Morb. Mortal. Wkly. Rep., 55: 3-6.
• Barclay, A.J. and D.J. Paton, 2000. Hendra (Equine morbillivirus). Vet. J., 160: 169-176.
• Bauer, K., 1997. Foot-and-mouth disease as zoonosis. Arch. Virol. Suppl., 13: 95-97.
• Baxby, D., D.G. Ashton, D. Jones, L.R. Thomsett and E.M. Denham, 1979. Cowpox virus infection in unusual hosts. Vet. Rec., 104: 175-175.
• Bengis, R.G., F.A. Leighton, J.R. Fischer, M. Artois, T. Morner and C.M. Tate, 2004. The role of wildlife in emerging and re-emerging zoonoses. Rev. Sci. Tech., 23: 497-511.
• Berrios, E.P., 2007. Foot-and-mouth disease in human beings a human case in Chile. Rev. Chilena. Infectol., 24: 160-163.
• CDC, 2001. Outbreak of Powassan encephalitis-Maine and Vermont, 1999-2001. MMWR Morb. Mortal. Wkly. Rep., 50: 761-764.
• Capner, P.M. and A.S. Bryden, 1998. New Castle Disease. In: Zoonoses, Palmer, S.R., L Soulsey and D.I.H. Simpson (Eds.). Oxford University Press, Bath Press, Oxford, pp: 323-326.
• Carey, D.E., 1971. Chikungunya and dengue: A case of mistaken identity. J. Hist. Med. Allied Sci., 26: 243-262.
• Centers for Disease Control and Prevention (CDC), 1997. Human monkeypox-kasai oriental democratic republic of congo. February 1996-October 1997. Morb. Mortal. Wkly. Rep., 46: 1168-1171.
• Chalmers, R.M., D.R. Thomas and R.L. Salmon, 2005. Borna disease virus and the evidence for human pathogenicity a systematic review. Q. J. Med., 98: 255-274.
• Chan, R.C., D.J. Penney, D. Little, I.D. Carter, J.R. Roberts and W.D. Rawlinson, 2001. Hepatitis and death following vaccination with 17D-204 yellow fever vaccine. Lancet, 358: 121-122.
• Charrel, R.N., A.M. Zaki, S. Faqbo and X. de Lamballerie, 2006. Alkhumra hemorrhagic fever virus is an emerging tick-borne flavivirus. J. Infect., 52: 463-464.
• Chua, K.B., 2003. Nipah virus outbreak in Malasyia. J. Clin.Virol., 26: 265-275.
• Daszak, P., A.A. Cunningham and A.D. Hyatt, 2001. Anthropogenic environmental change and the emergence of infectious diseases in wildlife. Acta. Trop., 78: 103-116.
• Dumpis, U., D. Crook and J. Oksi, 1999. Tick-borne encephalitis. Clin. Infect. Dis., 28: 882-890.
• Fabiansen, C., G. Kronborg, S. Thybo and J.O. Nielsen, 2008. Ebola-haemorrhagic fever. Ugeskr. Laeger., 170: 3949-3952.
• Fauquet, C.M., M.A. Mayo, J. Maniloff, U. Desselberger and L.A. Ball, 2005. Virus Taxonomy: Eighth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Academic Press, San Diego, CA., USA., ISBN-13: 9780080575483, Pages: 1162.
• Feldmann, H. and H.D. Klenk, 1996. Marburg and Ebola viruses. Adv. Virus Res., 47: 1-52.
• Fernandes, A.T.S., C.E. Travassos, J.M. Ferreira, J.S. Abrahao and E.S. Rocha et al., 2009. Natural human infections with Vaccinia virus during bovine vaccinia outbreaks. J. Clin. Virol., 44: 308-313.
• Fields, B.N. and K. Hawkins, 1967. Human infection with the virus of vesicular stomatitis during an epizootic. N. Engl. J. Med., 277: 989-994
• Fields, B.N., D.M. Knipe, P.M. Howley, R.M. Chanock, J.L. Melnick and T.P. Monath, 1995. Pox Viruses in Fields Virology. 3rd Edn., Lippincott Raven Publishers, Philadelphia, pp: 2673-2702.
• Georges, A.J., S. Baize, E.M. Leroy and M.C.G. Courbot, 1998. Eboa virus what the practitioners need to know. Med. Trop. (Mars), 58: 177-186.
• Giulio, D.B.D. and P.B. Eckburg, 2004. Human monkey pox an emerging zoonosis. Lancet Infect. Dis., 4: 15-25.
• Goens, S.D. and M.L. Perdue, 2004. Hepatitis E viruses in human and animals. Anim. Health Res. Rev., 5: 145-156.
• Gould, E.A. and S. Higgs, 2009. Impact of climate change and other factors on emerging arbovirus diseases. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg., 103: 109-121.
• Gubler, D.J., 1981. Transmission of Ross River virus by Aedes polynesiensis and Aedes aegypti. Am. J. Trop. Med. Hyg., 30: 1303-1306.
• Gubler, D.J., 1998. Dengue and dengue hemorrhagic fever. Clin. Microbiol. Rev., 11: 480-496.
• Hayden, F.G., W.A. Howard, L. Palkonyay and M.P. Kieny, 2009. Report of the 5th meeting on the evaluation of pandemic influenza prototype vaccines in clinical trials: World Health Organization, Geneva, Switzerland, 12-13 February 2009. Vaccine, 27: 4079-4089.
• Hoch, S.P.F., J.K. Khan, S. Rchman, S. Mirza, M. Khurshid and J.B. McCormick, 1995. Crimean-congo hemorrhagic fever treated with oral ribavirin. Lancet, 346: 472-475.
• Hooper, J.W. and D. Li, 2001. Vaccines against Hantaviruses. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 256: 171-191.
• Hubalek, Z. and J. Halouzka, 1999. West Nile fever–a reemerging mosquito-borne viral disease in Europe. Emerg. Infect. Dis., 5: 643-650.
• Huggins, J., Z.X. Zhang and M. Bray, 1999. Antiviral drug therapy of filovirus infection: S-adenosylhomocysteine hydrolase inhibitors inhibit Ebola virus in vito and in a lethal mouse model. J. Infect. Dis., 179: 240-247.
• Khan, A.S., A. Sanchez and A.K. Pfieger, 1988. Filoviral hemorrhagic fevers. Br. Med. Bull., 54: 675-692.
• Kinney, R.M. and C.Y. Huang, 2001. Development of new vaccines against dengue fever and Japanese encephalitis. Intervirology, 44: 176-196.
• Kiwanuka, N., E.J. Sanders, E.B. Rwaguma, J. Kawamata and F.P. Ssengooba et al., 1999. O’nyong-nyong fever in South-Central Uganda, 1996-1997 clinical features and validation of a clinical case definition for surveillance purposes. Clin. Infect. Dis., 29: 1243-1250.
• Kolhapure, R.M., R.P. Deolankar, C.D. Tupe, C.G. Raut and A. Basu et al., 1997. Investigation of buffalopox outbreaks in Maharastra state during 1992-1996. Ind. J. Med. Res., 106: 441-446.
• Krebs, J.W., J.S. Smith, C.E. Rupprecht and J.E. Childs, 2000. Mammalian reservoirs and epidemiology of rabies diagnosed in human beings in the United States, 1981-1998. Ann. N. Y. Acad. Sci., 916: 345-353.
• Kruse, H., A.M. Kirkemo and K. Handeland, 2004. Wildlife as a source of zoonotic infections. Emerg. Infect. Dis., 10: 2067-2072.
• Lacy, M.D. and R.A. Smego, 1996. Viral hemorrhagic fevers. Adv. Pediatr. Infect. Dis., 12: 21-53.
• Ludwig, B., F.B. Kraus, R. Allwinn, H.W. Doerr and W. Preiser, 2003. Viral Zoonoses A threat under control. Intervirology, 46: 71-78.
• Mackenzie, J.S., A.K. Broom, R.A. Hall, C.A. Johansen and M.D. Lindsay et al., 1998. Arboviruses in the Australian region, 1990-1998. Commun. Dis. Intell., 22: 93-100.
• Madani, T.A., 2005. Alkhumra virus infection a new viral hemorrhagic fever in Saudi Arabia. J. Infect., 51: 91-97.
• Maiztegui, J.I., K.T.Jr. McKee, J.G.B. Oro, L.H. Harrison and P.H. Gibbs et al., 1998. Protective efficacy of a live attenuated vaccine against Argentine hemorrhagic fever. J. Infect. Dis., 177: 277-283.
• Maki, A.Jr., A. Hinsberg, P. Percheson and D.G. Marshall, 1988. Orf contagious pustular dermatitis. CMAJ., 139: 971-972.
• Manojkumar and Mrudula, 2006. Emerging viral diseases of zoonotic importance-review. Int. J. Trop. Med., 1: 162-166.
• Marr, J.S. and C.H. Calisher, 2003. Alexander the Great and West Nile virus encephalitis. Emerg Infect Dis., 9: 1599-1603.
• Martin, M., T.F. Tsai, B. Cropp, G.J. Chang and D.A. Holmes et al., 2001. Fever and multisystem organ failure associated with 17D-204 yellow fever vaccination a report of four cases. Lancet, 358: 98-104.
• Marx, P.A., C. Apetrei and E. Drucker, 2004. Aids as a zoonosis confusion over the origin of the virus and origin of the epidemics. J. Med. Primatol., 33: 220-226.
• McCaughey, C. and C.A. Hart, 2000. Hantaviruses. J. Med. Microbiol., 49: 587-599.
• McJunkin, J.E., E.C.L. de Reyes, J.E. Irazuzta, M.J. Caceres and R.R. Khan et al., 2001. La Crosse encephalitis in children. N. Engl. J. Med., 344: 801-807.
• Miranda, M.E., T.G. Ksiazek, T.J. Retuya, A.S. Khan and A. Sanchez et al., 1999. Epidemiology of Ebola (subtype Reston) virus in the Philippines, 1996. J. Infect. Dis., 179: 115-119.
• Mumford, E.L., B.J. McCluskey, J.L.T. Dargatz, B.J. Schmitt and M.D. Salman, 1998. Public veterinary medicine public health serologic evaluation of vesicular stomatitis virus exposure in horses and cattle in 1996. J.Am. Vet. Med. Assoc., 213: 1265-1269.
• Murphy, F.A., 1998. Emerging zoonoses. Emerg. Infect. Dis., 4: 429-435.
• Murphy, F.A., E.P.J. Gibbs, M.C. Horzinek and M.J. Studdert, 1999. Veterinary Virology. 3rd Edn., Academic Press, San Diego, CA., USA., ISBN-13: 9780080552033, pp: 423-425.
• Nalca, A., A.W. Rimoin, S. Bavari and C.A. Whitehouse, 2005. Reemergence of monkeypox prevelence diagnostics and countermeasures. Clin. Infec. Dis., 41: 1765-1771.
• Nunes, M.R., L.C. Martins, S.G. Rodrigues, J.O. Chiang, S.A. Rdo, A.P. da Rosa and P.F. Vasconcelos, 2005. Oropouche virus isolation Southeast Brazil. Emerg. Infect. Dis., 11: 1610-1613.
• Ostrowski, S.R., M.J. Leslie, T. Parrott, S. Abelt and P.E. Piercy, 1998. B-virus from pet macaque monkeys an emerging threat in the United States. Emerg. Infect. Dis., 4: 117-121.
• Parker, S., A. Nuara, R.M. Buller and D.A. Schultz, 2007. Human monkey pox an emerging zoonotic disease. Future Microbial., 2: 17-34.
• Pattnaik, P., 2006. Kyasanur forest disease an epidemiological view in India. Rev. Med. Virol., 16: 151-165.
• Patz, J.A., P. Daszak, G.M. Tabor, A.A. Aguirre and M. Pearl et al., 2004. Unhealthy landscapes policy recommendations on land use change and infectious disease emergence. Environ. Health Perspect., 112: 1092-1098.
• Payling, K.J., 1996. Ebola fever. Prof. Nurse., 11: 798-799.
• Peiris, J.S. and L.L. Poon, 2008. Detection of SARS coronavirus in humans and animals by conventional and quantitative (real time) reverse transcription polymerase chain reactions. Methods Mol. Biol., 454: 61-72.
• Perez, J.G.R., A.V. Vorndam and G.G. Clark, 2001. The dengue and dengue-hemorrhagic fever epidemic in Puerto Rico, 1994-1995. Am. J. Trop. Med. Hyg., 64: 67-74.
• Peters, C.J. and A.S. Khan, 2002. Hanta virus pulmonary syndrome the new American haemorrghic fever. Clin. Infect. Dis., 34: 1224-1231.
• Peters, C.J. and J.W.L. Duc, 1999. An introduction to Ebola the virus and the disease. J. Infect. Dis., 179: 9-16.
• Petersen, L.R. and J.T. Roehrig, 2001. West Nile virus: A reemerging global pathogen. Emerg. Infect. Dis., 7: 611-614.
• Reed, K.D., J.K. Meece, J.S. Henkel and S.K. Shukla, 2003. Birds migration and emerging zoonoses West Nile Virus, Lyme disease, influenza A and enteropathogens. Clin.Med. Res., 1: 5-12.
• Richt, J., I. Pfeuffer, M. Christ, K. Frese, K. Bechter and S. Herzog, 1997. Borna disease virus infection in animals and humans. Emerg. Infect. Dis., 3: 343-352.
• Rott, R., S. Herzog, B. Fleischer, A. Winokur, J. Amsterdam, W. Dyson and H. Koprowski, 1985. Detection of serum antibodies to Borna disease virus in patients with psychiatric disorders. Science, 228: 755-756.
• Saijo, M., Y. Ami, Y. Suzaki, N. Nagata and N. Iwata et al., 2006. LC16m8, a highly attenuated vaccinia virus vaccine lacking expression of the membrane protein B5R, protects monkeys from monkey pox. J. Virol., 80: 5179-5188.
• Schuffenecker, I., I. Iteman, A. Michault, S. Murri and L. Frangeul et al., 2006. Genome microevolution of chikungunya viruses causing the Indian Ocean outbreak. PLOS Med., 3: 263-263.
• Singh, R.K., M. Hosamani, V. Balamurugan, C.C. Satheesh and K.R. Shingal et al., 2006. An outbreak of buffalopox in buffalo (Bubalus bubalis) dairy herds at Aurangabad, India. Rev. Sci. Tech., 25: 981-987.
• Singh, R.K., M. Hosamani, V. Balamurugan, V. Bhanuprakash, T.J. Rasool and M.P. Yadav, 2007. Buffalopox emerging and re-emerging zoonoses. Anim. Health Res. Rev., 8: 105-114.
• Swayne, D.E. and D.J. King, 2003. Zoonosis update avian influenza and newcastle disease. J. Am. Vet. Med. Assoc., 222: 1534-1540.
• Switzer, W.M., V. Bhullar, V. Shanmugam, M.E. Cong and B. Parekh et al., 2004. Frequent Simian foamy virus infections in persons occupationally exposed to non human primates. J. Virol., 78: 2780-2789.
• Tai, D.Y., 2006. SARS how to manage future outbreaks. Ann. Acad. Med. Singapore, 35: 368-373.
• Takeuchi, Y. and R. Weiss, 2000. Xenotransplantation reappraising the risk of retroviral zoonosis. Curr. Opin. Immunol., 12: 504-507.
• Taylor, L.H., S.M. Latham and M.E.J. Woolhouse, 2001. Risk factors for human disease emergence. Philos. Trans. R. Soc. London B: Biol. Sci., 356: 983-989.
• Tesh, R.B., D.M. Watts, K.L. Russell, C. Damodaran and C. Calampa et al., 1999. Mayaro virus disease an emerging mosquito-borne zoonosis in tropical South America. Clin. Infect. Dis., 28: 67-73.
• Thiel, H.J. and M. Konig, 1999. Caliciviruses an overview. Vet. Microbiol., 69: 55-62.
• Wilke, I.G. and L. Haas, 1999. Emerging of new viral zoonoses. Dtsch. Tierarztl. Wochenschr., 106: 332-338.
• Will, R.G., 2003. Acquired prion disease iatrogenic CJD, variant CJD, kuru. Br. Med. Bull., 66: 255-265.
• Willems, W.R., G. Kaluza, C.B. Boschek, H. Bauer, H. Hager, H.J. Schultz and H. Feistner, 1979. Semliki forest virus cause of a fatal case of human encephalitis. Science, 203: 1127-1129.
• Winkler, W.G. and D.C. Blenden, 1995. Transmission and Control of Viral Zoonoses in the Laboratory. In: Laboratory Safety Principles and Practices, Fleming, D.O., J.H. Richardson, J.L. Tulis and D. Vesley (Eds.). 2nd Edn., American Society for Microbiology, Washington, DC.
• Winter, Agnes, Charmley and Judith, 1999. The Sheep Keeper`s Veterinary Handbook. Crowood Press Ltd., Marlborough, UK., ISBN: 1-86126-235-3.
• Wolfe, N.D., W.M. Switzer, J.K. Carr, V.B. Bhullar and V. Shanmugam et al., 2004. Naturally acquired simian retrovirus infections in central African hunters. Lancet, 363: 932-937.
• Woolhouse, M.E. and S. Gowtage-Sequeria, 2005. Host range and emerging and reemerging pathogens. Emerg. Infect. Dis., 11: 1842-1847.

1. Nga P.T., Parquet M.C., Lauber C., Parida M., Nabeshima T., Yu F., Thuy N.T., Inoue S., Ito T., Okamoto K., et al. Discovery of the first insect nidovirus, a missing evolutionary link in the emergence of the largest RNA virus genomes. PLoS Pathog. 2011;7:e1002215. doi: 10.1371/journal.ppat.1002215. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

2. Masters P.S. The molecular biology of coronaviruses. Adv. Virus Res. 2006;66:193–292. doi: 10.1016/S0065-3527(06)66005-3. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

3. de Haan C.A., Rottier P.J. Hosting the severe acute respiratory syndrome coronavirus: Specific cell factors required for infection. Cell Microbiol. 2006;8:1211–1218. doi: 10.1111/j.1462-5822.2006.00744.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

4. Sawicki S.G., Sawicki D.L., Siddell S.G. A contemporary view of coronavirus transcription. J. Virol. 2007;81:20–29. doi: 10.1128/JVI.01358-06. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

5. Ziebuhr J. The coronavirus replicase. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2005;287:57–94. doi: 10.1007/3-540-26765-4_3. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

6. Plant E.P. Ribosomal Frameshift Signals in Viral Genomes. In: Garcia M.L, Romanowski V., editors. Viral Genomes—Molecular Structure, Diversity, Gene Expression Mechanisms and Host-Virus Interactions. InTech; Rijeka, Croatia: 2012. pp. 91–122. [Google Scholar]

7. Plant E.P., Rakauskaite R., Taylor D.R., Dinman J.D. Achieving a golden mean: Mechanisms by which coronaviruses ensure synthesis of the correct stoichiometric ratios of viral proteins. J. Virol. 2010;84:4330–4340. doi: 10.1128/JVI.02480-09. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

8. Baranov P.V., Henderson C.M., Anderson C.B., Gesteland R.F., Atkins J.F., Howard M.T. Programmed ribosomal frameshifting in decoding the SARS-CoV genome. Virology. 2005;332:498–510. doi: 10.1016/j.virol.2004.11.038. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

9. Plant E.P., Perez-Alvarado G.C., Jacobs J.L., Mukhopadhyay B., Hennig M., Dinman J.D. A three-stemmed mRNA pseudoknot in the SARS coronavirus frameshift signal. PLoS Biol. 2005;3:e172. doi: 10.1371/journal.pbio.0030172. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

10. Su M.C., Chang C.T., Chu C.H., Tsai C.H., Chang K.Y. An atypical RNA pseudoknot stimulator and an upstream attenuation signal for -1 ribosomal frameshifting of SARS coronavirus. Nucleic Acids Res. 2005;33:4265–4275. doi: 10.1093/nar/gki731. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

11. Plant E.P., Dinman J.D. Comparative study of the effects of heptameric slippery site composition on -1 frameshifting among different eukaryotic systems. RNA. 2006;12:666–673. doi: 10.1261/rna.2225206. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

21.          de Groot RJ, Cowley JA, Enjuanes L, Faaberg KS, Perlman S, Rottier PJM, Snijder EJ, Ziebuhr J, Gorbalenya AE (2012) Order Nidovirales. In: King AMQ, Adams MJ, Carstens EB, Lefkowitz

 EJ (eds) Virus taxonomy. Ninth report of the international com- mittee on taxonomy of viruses. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp 785–795

22.          Faaberg KS, Balasuriya UB, Brinton MA, Gorbalenya AE, Leung FC-C, Nauwynck H, Snijder EJ, Stadejek T, Yang H, Yoo D (2012) Family Arteriviridae. In: King AMQ, Adams MJ, Carstens EB, Lefkowitz EJ (eds) Virus taxonomy. Ninth report of the international committee on taxonomy of viruses. Elsevier Aca- demic Press, Amsterdam, pp 796–805

23.          de Groot RJ, Baker SC, Baric R, Enjuanes L, Gorbalenya AE, Holmes KV, Perlman S, Poon LL, Rottier PJM, Talbot PJ, Woo PCY, Ziebuhr J (2012) Family Coronaviridae. In: King AMQ, Adams MJ, Carstens EB, Lefkowitz EJ (eds) Virus taxonomy. Ninth report of the international committee on taxonomy of viruses. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp 806–828

24.          Cowley JA, Walker PJ, Flegel TW, Lightner DV, Bonami JR, Snijder EJ, de Groot RJ (2012) Family Roniviridae. In: King AMQ, Adams MJ, Carstens EB, Lefkowitz EJ (eds) Virus tax- onomy. Ninth report of the international committee on taxonomy of viruses. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp 829–834

25.          Gorbalenya AE, Enjuanes L, Ziebuhr J, Snijder EJ (2006) Nid- ovirales: evolving the largest RNA virus genome. Virus Res 117:17–37

26.          Nga PT, Parquet MD, Lauber C, Parida M, Nabeshima T, Yu FX, Thuy NT, Inoue S, Ito T, Okamoto K, Ichinose A, Snijder EJ, Morita K, Gorbalenya AE (2011) Discovery of the first insect nidovirus, a missing evolutionary link in the emergence of the largest RNA virus genomes. PLoS Pathog 7:e1002215

27.          Zirkel F, Kurth A, Quan PL, Briese T, Ellerbrok H, Pauli G, Leendertz FH, Lipkin WI, Ziebuhr J, Drosten C, Junglen S (2011) An insect nidovirus emerging from a primary tropical rainforest. MBio 2:e00077-11

28.          Junglen S, Kurth A, Kuehl H, Quan PL, Ellerbrok H, Pauli G, Nitsche A, Nunn C, Rich SM, Lipkin WI, Briese T, Leendertz FH (2009) Examining landscape factors influencing relative distri- bution of mosquito genera and frequency of virus infection. EcoHealth 6:239–249

29.          Chen Y, Cai H, Pan J, Xiang N, Tien P, Ahola T, Guo DY (2009) Functional screen reveals SARS coronavirus nonstructural pro- tein nsp14 as a novel cap N7 methyltransferase. Proc Natl Acad Sci USA 106:3484–3489

30.          Enjuanes L, Almazan F, Sola I, Zuniga S (2006) Biochemical aspects of coronavirus replication and virus-host interaction. Ann Rev Microbiol 60:211–230

31.          Pasternak AO, Spaan WJM, Snijder EJ (2006) Nidovirus tran- scription: how to make sense…? J Gen Virol 87:1403–1421

32.          Sawicki SG, Sawicki DL, Siddell SG (2007) A contemporary view of coronavirus transcription. J Virol 81:20–29

33.          Cowley JA, Walker PJ (2002) The complete genome sequence of gill-associated virus of Penaeus monodon prawns indicates a gene organization unique among nidoviruses. Arch Virol 147:1977–1987

34.          Schutze H, Ulferts R, Schelle B, Bayer S, Granzow H, Hoffmann B, Mettenleiter TC, Ziebuhr J (2006) Characterization of White bream virus reveals a novel genetic cluster of nidoviruses. J Virol 80:11598–11609

35.          Lauber C, Gorbalenya AE (2012) Partitioning the genetic diver- sity of a virus family: approach and evaluation through a case study of Picornaviruses. J Virol 86:3890–3904

36.          Lauber C, Gorbalenya AE (2012) Toward genetics-based virus taxonomy: comparative analysis of a genetics-based classification and the taxonomy of picornaviruses. J Virol 86:3905–3915

37.          Edgar RC (2004) MUSCLE: a multiple sequence alignment method with reduced time and space complexity. BMC Bioin- formatics 5:113

38.          Gorbalenya AE, Lieutaud P, Harris MR, Coutard B, Canard B, Kleywegt GJ, Kravchenko AA, Samborskiy DV, Sidorov IA, Leontovich AM, Jones TA (2010) Practical application of bio- informatics by the multidisciplinary VIZIER consortium. Anti- viral Res 87:95–110

39.          Drummond AJ, Rambaut A (2007) BEAST: Bayesian evolu- tionary analysis by sampling trees. BMC Evol Biol 7:214